Spironucleus en RAS : l’UV inactive le parasite, mais la transmission reste incertaine

La spironucléose systémique provoquée par Spironucleus salmonicida reste une menace difficile à maîtriser chez le saumon atlantique (Salmo salar). En l’absence de traitement autorisé, la prévention repose surtout sur la biosécurité. Une étude publiée en 2026 dans Scientific Reports apporte un résultat encourageant : en conditions de laboratoire, une irradiation ultraviolette (UV) moyenne pression a fortement inactivé le parasite à partir de 50 mJ/cm². Mais son essai en systèmes d’aquaculture en recirculation (RAS) appelle une lecture beaucoup plus prudente.

Après introduction du parasite par l’eau d’appoint, aucun poisson n’a été infecté, ni dans les unités traitées par UV ou ozone, ni dans les témoins sans désinfection de boucle. L’étude démontre donc une sensibilité du parasite aux UV dans un dispositif contrôlé ; elle ne démontre pas que l’UV ou l’ozone ont empêché une transmission en RAS. Cette distinction est déterminante pour transformer un résultat expérimental en décision sanitaire.

Un parasite sans solution thérapeutique simple

S. salmonicida est un diplomonade flagellé capable de provoquer une infection systémique associant notamment hémorragies internes, augmentation du volume de la rate et lésions granulomateuses. Des épisodes chez des saumons d’élevage du nord de la Norvège ont relancé les recherches sur ses voies d’entrée et sa survie dans les installations.

Le métronidazole a une activité contre la spironucléose, mais il n’est pas autorisé pour cet usage chez les animaux producteurs de denrées dans l’Union européenne. La prévention et la séparation des flux deviennent donc centrales. Les RAS réduisent certaines expositions sans être hermétiques : eau d’appoint, poissons, matériel, boues et biofilms peuvent créer différentes voies de circulation.

Deux essais pour deux questions différentes

Carlo C. Lazado et ses collègues ont d’abord exposé des cultures de S. salmonicida à des lampes UV basse pression (LP) ou moyenne pression (MP). Les doses testées allaient de 0 à 200 mJ/cm² pour les lampes LP et de 0 à 75 mJ/cm² pour les lampes MP. La suspension présentait une transmittance UV à 254 nm supérieure à 70 %, dans une eau faiblement saumâtre et très peu chargée en matière organique.

Les auteurs ont ensuite utilisé neuf RAS expérimentaux indépendants. Chaque unité comprenait un bassin cylindro-conique de 0,5 m³ relié à un traitement d’eau ; le volume total atteignait 0,8 m³, avec un débit de 1 500 L/h et un temps de rétention hydraulique du bassin de 20 minutes. Cent smolts de 70 à 80 g étaient placés dans chaque unité. Trois unités ne recevaient aucune désinfection de boucle, trois utilisaient une UV basse pression estimée à 70–80 mJ/cm² à 100 % de transmission, et trois une ozonation maintenant un potentiel d’oxydo-réduction de 300–350 mV.

Après deux semaines d’acclimatation, une « brèche » a été simulée pendant trois jours : une culture fraîche contenant 10 000 flagellés/mL était ajoutée par le puisard de l’eau d’appoint, à hauteur de 1 % du volume quotidien d’appoint de 20 L. Les poissons ont ensuite été suivis pendant quatre semaines à 12 °C, sous une salinité de 12 ‰ et avec une saturation en oxygène supérieure à 80 %.

L’UV moyenne pression obtient cinq réductions logarithmiques

Dans l’essai contrôlé, l’UV moyenne pression a produit une réduction de cinq logarithmes du nombre de parasites viables immédiatement après exposition à 50 mJ/cm² ou davantage. Une réduction de 5 log correspond à 99,999 % d’inactivation. À 10 mJ/cm², quelques individus conservaient un mouvement limité après 24 heures, mais une réduction de 5 log était observée à 48 heures. Au-delà de 10 mJ/cm², la motilité avait cessé après 24 heures.

La lampe basse pression s’est révélée moins efficace dans ce dispositif. Une réduction de seulement 1 log était atteinte immédiatement à partir de 150 mJ/cm², et de légers mouvements restaient observables après 96 heures à 25 mJ/cm². Le type de lampe compte donc autant que la valeur nominale de dose : les résultats obtenus avec une source MP ne peuvent pas être transférés tels quels à une installation LP.

Le seuil de 50 mJ/cm² ne constitue pas davantage une consigne universelle. Il a été établi dans une suspension à forte transmittance et faible charge organique. En élevage, les particules, la couleur de l’eau, les matières dissoutes, l’encrassement des gaines, le débit réel et l’âge des lampes modifient la dose effectivement délivrée. La validation doit porter sur l’installation et l’eau qui la traverse, pas uniquement sur la puissance affichée.

Un essai RAS négatif ne prouve pas l’efficacité préventive

Dans les neuf unités, toutes les analyses ciblant le parasite sont restées négatives. Les tissus des poissons — plasma, branchies, rein antérieur et segments digestifs — n’ont pas donné de résultat positif en RT-qPCR. Les écouvillons des parois de bassin et des biomédias étaient également négatifs. Aucun écart significatif de longueur, de poids ou de coefficient de condition n’a distingué les groupes.

Ce résultat ne permet pas d’attribuer l’absence d’infection à la désinfection, puisque le groupe témoin est resté négatif lui aussi. Les chercheurs n’ont pas mesuré la viabilité du parasite immédiatement après son introduction dans les unités. La culture a pu perdre rapidement son pouvoir infectieux ; la dose, la fréquence ou la voie d’exposition ont pu être insuffisantes ; ou l’établissement en RAS peut dépendre d’autres vecteurs et conditions. L’hypothèse d’une entrée par l’eau d’appoint reste plausible, mais cet essai ne la valide pas à lui seul.

La conclusion correcte n’est donc ni « la désinfection ne sert pas », ni « elle protège à coup sûr ». L’essai de dose-réponse soutient l’intérêt des UV MP contre les formes testées. L’essai sur poissons montre que le modèle de brèche doit être affiné avant de quantifier un effet préventif.

Ozone, qualité de l’eau et signaux branchiaux

Les groupes UV et ozone ont conservé une transmittance UV plus élevée et une turbidité plus faible que les témoins durant une partie du suivi. Les paramètres de qualité d’eau sont toutefois restés dans les seuils visés pour les smolts dans tous les groupes. Les communautés microbiennes différaient surtout entre biomédias et parois ; la désinfection a aussi modifié certaines structures communautaires, sans réduction générale de leur diversité.

L’ozone a entraîné une augmentation au cours du temps de plusieurs marqueurs du stress oxydatif dans les branchies, notamment gsta, gpx et mnsod. À la dernière mesure, l’expression de gsta et gpx était plus élevée dans le groupe ozone que dans les groupes témoin et UV. Cela ne signifie pas que les poissons étaient cliniquement malades : les analyses histologiques n’ont pas montré de différence nette d’intégrité muqueuse entre traitements. Le signal rappelle néanmoins que l’ozonation est une exposition biologique à piloter, surtout en eau saumâtre ou salée où des sous-produits bromés persistants peuvent se former.

Le potentiel d’oxydo-réduction de 300–350 mV employé ici décrit un protocole expérimental, pas une cible transférable à tout RAS. La salinité, la matière organique, le temps de contact, le dégazage, la destruction des résidus et la position du point d’injection doivent être intégrés à une analyse de risque propre au site.

Ce que les élevages peuvent retenir

Une stratégie robuste commence par distinguer la barrière technique de sa vérification. Pour l’UV, il faut documenter le spectre et le type de lampe, le débit, la dose validée, la transmittance réelle, l’encrassement et la maintenance. Pour l’ozone, le suivi doit inclure le contact, les résidus et les sous-produits, avec des sécurités adaptées aux poissons. Dans les deux cas, les biofilms, biomédias, boues et dérivations hydrauliques méritent une surveillance distincte de l’eau libre.

En cas de suspicion de spironucléose, l’absence de signes ou une eau traitée ne suffisent pas à lever l’alerte. Il faut reconstituer les mouvements, isoler les unités, sécuriser le matériel, sélectionner les poissons et tissus pertinents pour l’analyse, et interpréter les résultats avec le laboratoire et le vétérinaire. Vetofish peut accompagner cette démarche, depuis l’audit du circuit hydraulique jusqu’au plan d’échantillonnage.

Cette étude offre ainsi une donnée technique utile, mais aussi une leçon de méthode : une inactivation mesurée en laboratoire n’équivaut pas automatiquement à une prévention démontrée chez le poisson. C’est précisément en conservant cette limite que le résultat devient exploitable pour une biosécurité aquacole crédible.

Références

• Lazado CC, Brenne H, Olaisen D, Johansson GS, Hansen M, Saether B-S, Kolarevic J, Timmerhaus G, Tengs T, Johansen L-H. “Interplay between disinfection and the enigmatic diplomonad parasite Spironucleus salmonicida in Atlantic salmon.” Scientific Reports. 2026;16:21163. doi:10.1038/s41598-026-51626-4.
• Kvamme BO, Lazado C, Johansen L-H, Hansen H, Sterud E, Svärd S, Tjessem A, Heggebø R, Sævareid I, Karlsbakk E. “Spironucleus salmonicida infections and spironucleosis in Norwegian aquaculture: transmission routes, host range and prevention.” Rapport fra havforskningen. 2026-4. Institut de recherche marine norvégien.
• Lazado CC, Stiller KT, Reiten B-KM, Osório J, Kolarevic J, Johansen L-H. “Consequences of continuous ozonation on the health and welfare of Atlantic salmon post-smolts in a brackish water recirculating aquaculture system.” Aquatic Toxicology. 2021;238:105935. doi:10.1016/j.aquatox.2021.105935.